- Код статьи
- S30346347S0042132425040017-1
- DOI
- 10.7868/S3034634725040017
- Тип публикации
- Статья
- Статус публикации
- Опубликовано
- Авторы
- Том/ Выпуск
- Том 145 / Номер выпуска 4
- Страницы
- 297-309
- Аннотация
- Сформирована коллекция из 25 изолятов бактерий, выделенных из листьев люцерны , мискантуса сортов Камис и Багряный, озимого рапса , тюльпана sp., зеленых частей яснотки , чистотела большого и горчицы сарептской , а также красного куриного клеща и почвенной нематоды . Среди изолятов присутствуют 7 представителей рода , и ; 5 изолятов рода ; 2 изолята рода ; 8 изолятов рода ; представители типа Actinomycetota: и . Идентификация таксономической принадлежности изолятов выполнена на основе секвенирования полных генов 16S рибосомной ДНК, которые депонированы в базе данных GenBank. Исследована степень устойчивости выделенных изолятов к пяти распространенным антибиотикам: канамицину (Km), ампициллину (Ap), спектиномицину (Sp), эритромицину (Em) и хлорамфеинколу (Cm). Внутри каждой таксономической группы выявлены штаммы, проявляющие устойчивость к нескольким антибиотикам одновременно, устойчивость к отдельным антибиотикам и не проявляющие устойчивости ни к одному из тестируемых антибиотиков, что позволяет сопоставлять в одно и то же время эффективность экспресс-методов определения антибиотикорезистентности на нескольких группах бактерий.
- Ключевые слова
- коллекция бактерии антибиотикорезистентность 16S рДНК моделирование инфекционных агентов
- Дата публикации
- 12.05.2025
- Год выхода
- 2025
- Всего подписок
- 0
- Всего просмотров
- 33
Библиография
- 1. Пушкарева В.И., Литвин В.Ю., Ермолаева С.А. Растения как резервуар и источник возбудителей пищевых инфекций // Эпидемиол. вакцинопрофил. 2012. № 2 (63). С. 10–20. https://cyberleninka.ru/article/n/rasteniya-kak-rezervuar-i-istochnik-vozbuditeley-pischevyh-infektsiy (дата обращения: 25.04.2025)
- 2. Adane W.D., Chandravanshi B.S., Tessema M. A novel electrochemical sensor for the detection of metronidazole residues in food samples // Chemosphere. 2024. V. 359. P. 142279. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2024.142279
- 3. Allegranzi B., Bagheri Nejad S., Combescure C. et al. Burden of endemic health-care-associated infection in developing countries: systematic review and meta-analysis // Lancet. 2011. V. 377 (9761). P. 228–241. https://doi.org/10.1016/S0140-6736 (10)61458-4
- 4. Dong Y., Iniguez A.L., Ahmer B.M. Kinetics and strain specificity of rhizosphere and endophytic colonization by enteric bacteria on seedlings of Medicago sativa and Medicago truncatula // Appl. Environ. Microbiol. 2003. V. 69 (3). P. 1783–1790.
- 5. Hassanain W.A., Johnson C.L., Faulds K. et al. Ultrasensitive dual ELONA/SERS-RPA multiplex diagnosis of antimicrobial resistance // Anal. Chem. 2024. V. 96 (29). P. 12093–12101. https://doi.org/10.1021/acs.analchem.4c02165
- 6. Lane D.J. 16S/23S rRNA sequencing // Nucleic acid techniques in bacterial systematics / Eds E. Stackebrandt, M. Goodfellow. N.Y.: John Wiley and Sons, 1991. P. 115–175.
- 7. Lane D.J., Pace B., Olsen G.J. et al. Rapid determination of 16S ribosomal RNA sequences for phylogenetic analyses // PNAS USA. 1985. V. 82 (20). P. 6955–6959. https://doi.org/10.1073/pnas.82.20.6955
- 8. Mulani M.S., Kamble E.E., Kumkar S.N. et al. Emerging strategies to combat ESKAPE pathogens in the era of antimicrobial resistance: a review // Front. Microbiol. 2019. V. 10. P. 539. https://doi.org/10.3389/fmicb.2019.00539
- 9. Nakano M., Kalsi S., Morgan H. Fast and sensitive isothermal DNA assay using microbead dielectrophoresis for detection of anti-microbial resistance genes // Biosens. Bioelectron. 2018. V. 117. P. 583–589. https://doi.org/10.1016/j.bios.2018.06.063
- 10. Oeschger T.M., Erickson D.C. Visible colorimetric growth indicators of Neisseria gonorrhoeae for low-cost diagnostic applications // PLoS One. 2021 V. 16 (6). P. 0252961. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0252961
- 11. Pasquier E., Owolabi O.O., Powell B. et al. Assessing post-abortion care using the WHO quality of care framework for maternal and newborn health: a cross-sectional study in two African hospitals in humanitarian settings // Reprod. Health. 2024. V. 21 (1). P. 114. https://doi.org/10.1186/s12978-024-01835-9
- 12. Rana S., Kaur K.N., Narad P. et al. Knowledge, attitudes and practices of antimicrobial resistance awareness among healthcare workers in India: a systematic review // Front Public Health. 2024. V. 12. P. 1433430. https://doi.org/10.3389/fpubh.2024.1433430
- 13. Saha M., Sarkar A. Review on multiple facets of drug resistance: a rising challenge in the 21st century // J. Xenobiot. 2021. V. 11 (4). P. 197–214. https://doi.org/10.3390/jox11040013
- 14. Salehi B., Quispe C., Butnariu M. et al. Phytotherapy and food applications from Brassica genus // Phytother. Res. 2021. V. 35 (7). P. 3590–3609. https://doi.org/10.1002/ptr.7048
- 15. Swami P., Sharma A., Anand S., Gupta S. DEPIS: a combined dielectrophoresis and impedance spectroscopy platform for rapid cell viability and antimicrobial susceptibility analysis // Biosens. Bioelectron. 2021. V. 182. P. 113190. https://doi.org/10.1016/j.bios.2021.113190
- 16. Treichel S., Hartmann M., Rump A. et al. Evaluation of a didanosin-containing regimen including genotypic resistance testing: an open-label, multicenter study // Eur. J. Med. Res. 2003. V. 8 (9). P. 405–413.
- 17. Wesseling C.M.J., Martin N.I. Synergy by perturbing the gram-negative outer membrane: opening the door for gram-positive specific antibiotics // ACS Infect. Dis. 2022. V. 8 (9). P. 1731–1757. https://doi.org/10.1021/acsinfecdis.2c00193
- 18. Zhang Y., Fan W., Shao C. et al. Rapid determination of antibiotic resistance in Klebsiella pneumoniae by a novel antibiotic susceptibility testing method using SYBR green I and propidium iodide double staining // Front. Microbiol. 2021. V. 12. P. 650458. https://doi.org/10.3389/fmicb.2021.65045
